
تعداد نشریات | 13 |
تعداد شمارهها | 639 |
تعداد مقالات | 6,654 |
تعداد مشاهده مقاله | 9,082,091 |
تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 8,561,488 |
پایش تاثیر علفکشهای بنتازون ، بتانال پروگرس و نیکوسولفورن بر تغییرات منحنی کاتسکی | ||
پژوهشهای تولید گیاهی | ||
دوره 32، شماره 1، فروردین 1404، صفحه 63-76 اصل مقاله (1.51 M) | ||
نوع مقاله: مقاله کامل علمی پژوهشی | ||
شناسه دیجیتال (DOI): 10.22069/jopp.2024.22162.3116 | ||
نویسندگان | ||
زیبا اورسجی* 1؛ ابراهیم غلامعلی پور علمداری2؛ عباس بیابانی3 | ||
1نویسنده مسئول، دانشیار گروه تولیدات گیاهی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه گنبدکاووس، گنبدکاووس، ایران | ||
2دانشیار گروه تولیدات گیاهی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه گنبدکاووس، گنبدکاووس، ایران. | ||
3استاد گروه تولیدات گیاهی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه گنبدکاووس، گنبدکاووس، ایران | ||
چکیده | ||
سابقه و هدف: : در گیاهان بخش زیادی از نور توسط فتوسنتز مصرف می شود و بقیه آن به صورت گرما یا فلورسانس تخلیه می شود هر چه فرایند فتوشیمیایی گیاه بیشتر باشد، مقدار فلورسانس کمتر است. به همین دلیل، فلورسانس کلروفیل به عنوان کاوشگر داخلی فتوسنتز عمل میکند و در واقع روشی رایج در فیزیولوژی گیاهی است. این پژوهش با هدف بررسی این که آیا تغییرات شکل منحنی کاتسکی تحت تاثیر علفکشهای نیکوسولفورون، بتانالپروگرس و بنتازون، توانایی اثبات محل اثر آنها را دارد؛ انجام شد. مواد و روشها: این آزمایش با 8 تکرار بر پایه طرح کاملا تصادفی در سال 1402 در گلخانه تحقیقاتی دانشکده کشاورزی دانشگاه گنبد کاووس انجام شد. تیمارها شامل دز توصیه شده علفکشهای بنتازون (بازاگران 48% SL)، دسمدیفام+فنمدیفام+اتوفومازیت (بتانالپروگرس 4/27% EC) به اضافه تیمار بدون علفکش بهعنوان شاهد بود. در مورد نیکوسولفورن (کروز 4% OD) دز 150% دز توصیه شده نیز اضافه شد. کاربرد علفکشها در مرحله 4 تا 5 برگی تاجخروس و برداشت بوتههای تیمار شده 28 روز پس از سمپاشی انجام و وزن خشک آنها اندازهگیری شد. دستگاه فلورسانسمتر با تابش نوری (طول موج 650 نانومتر و شدت 3000 میکرومول فوتون در متر مربع در ثانیه) در مدت 10 ثانیه، مقدار فلورسانس کلروفیل را کمی میکند. این اندازهگیریها از روز اول تا روز دهم پس از سمپاشی انجام شد. جهت یکنواختی نتایج فلورسانس، دادههای فلورسانس هر روز در ساعت مشخصی از روز (10 صبح) و بر روی برگ یکسانی که به مدت 30 دقیقه در تاریکی قرار گرفته بودند؛ انجام شد. یافتهها: منحنی کاتسکی در تیمار شاهد، تمام مراحل یک منحنی نرمال کاتسکی را دارا بود اما در تیمارهای سمپاشی شده با بنتازون از همان روز اول پس از سمپاشی، شروع به تغییر کرد و این تغییرات در روزهای بعدی واضح تر شد به طوریکه در روز چهارم و پنجم پس از سمپاشی تمام پلههای آن از بین رفت و تبدیل به خط صاف شد و مقدار فلورسانس نیز در این تیمارها کاهش یافت. نیکوسولفورون تاثیری بر شکل منحنی کاتسکی نداشت. در تیمارهایی که از بتانالپروگرس استفاده شد شکل استاندارد منحنی دچار اختلال شد و پلههای آن از بین رفت. نکته دیگر در استفاده از بتانالپروگرس، افزایش مقدار فلورسانس کلروفیل است که سبب کاهش مساحت بالای منحنی کاتسکی بین فلورسانس حداقل (F0) تا نقطه حداکثر فلورسانس (Fm) که به پارامتر Area معروف است شد. نتیجهگیری: ممانعت از فتوسیستم II محل اثر اولیه دو علفکش بنتازون و بتانالپروگرس است که به صورت واضح حتی نوع پروتئینهای دخیل هم از شکل منحنیهای مربوطه حاصل شد. از بین رفتن تمام پلههای منحنی کاتسکی در بنتازون نشان داد که همه بخشهای مربوط به احیاء کوئینون A و مسیر پروتئینی انتقال الکترونها بین کوئینون A و B مختل شده است. در علفکش بتانالپروگرس افزایش چشمگیر فلورسانس کلروفیل به همراه محو شدن برخی از پله های منحنی شامل J-I و I-P، سبب کاهش مقدار پارامتر Area شد که بیانگر تخریب استخر پلاستوکوئینون میباشند. درحالیکه در مورد نیکوسولفورن منحنی کاتسکی توانایی ارائه شواهد مربوط به آسیب این علفکش را نداشت. در پایان میتوان نتیجهگیری کرد که منحنی کاتسکی برای تشخیص زودهنگام اثرات علفکشهای بازدارنده PSII و تعیین محل اثر آنها شاخص خوبی است اما در مورد علفکشهای خانواده سولفونیلاوره مانند نیکوسولفورن کارایی ندارد. | ||
کلیدواژهها | ||
فتوسیستم II؛ استخر پلاستوکوئینون؛ سولفونیل اوره؛ بنزوتیادیازینون | ||
مراجع | ||
1.Moustaka, J., & Moustakas, M. (2023). Early-stage detection of biotic and abiotic stress on plants by chlorophyll fluorescence imaging analysis. Biosensors, 13 (8), 796.
2.Markulj Kulundžić, A., Sudarić, A., Matoša Kočar, M., Duvnjak, T., Liović, I., Mijić, A., Varga, I., & Viljevac Vuletić, M. (2024). Detailed insight into the behaviour of chlorophyll a fluorescence transient curves and parameters during different times of dark adaptation in sunflower leaves. Agronomy, 14 (5), 954.
3.Hassannejad, S., Lotfi, R., Ghafarbi, S. P., Oukarroum, A., Abbasi, A., Kalaji, H. M., & Rastogi, A. (2020). Early identification of herbicide modes of action by the use of chlorophyll fluorescence measurements. Plants, 9 (4), 529.
4.Tranel, P. J., & Wright, T. R. (2002). Resistance of weeds to ALS-inhibiting herbicides: what have we learned?. Weed science, 50 (6), 700-712.
5.Ali, L., Jo, H., Song, J. T., & Lee, J. D. (2020). The prospect of bentazone-tolerant soybean for conventional cultivation. Agronomy, 10 (11), 1650.
6.Roberts, A. G., Gregor, W., Britt, R. D., & Kramer, D. M. (2003). Acceptor and donor-side interactions of phenolic inhibitors in photosystem II. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Bioenergetics, 1604 (1), 23-32.
7.Fayez, K. A. (2000). Action of photosynthetic diuron herbicide on cell organelles and biochemical constituents of the leaves of two soybean cultivars. Pesticide Biochemistry and Physiology, 66 (2), 105-115.
8.Fufezan, C., Rutherford, A. W., & Krieger- Liszkay, A. (2002). Singlet oxygen production in herbicide- treated photosystem II. FEBS letters, 532 (3), 407-410.
9.Rutherford, A. W., & Krieger-Liszkay, A. (2001). Herbicide-induced oxidative stress in photosystem II. Trends in biochemical sciences, 26 (11), 648-653.
10.Abulnaja, K. O., Tighe, C. R., & Harwood, J. L. (1992). Inhibition of fatty acid elongation provides a basis for the action of the herbicide, ethofumesate, on surface wax formation. Phytochemistry, 31 (4), 1155-1159.
11.Abbaspoor, M., Teicher, H. B., & Streibig, J. C. (2006). The effect of root‐absorbed PSII inhibitors on Kautsky curve parameters in sugar beet. Weed Research, 46 (3), 226-235.
12.Zhang, C. J., Lim, S. H., Kim, J. W., Nah, G., Fischer, A., & Kim, D. S. (2016). Leaf chlorophyll fluorescence discriminates herbicide resistance in Echinochloa species. Weed Research, 56 (6), 424-433.
13.Søbye, K. W., Streibig, J. C., & Cedergreen, N. (2011). Prediction of joint herbicide action by biomass and chlorophyll a fluorescence. Weed Research, 51 (1), 23-32.
14.Avarseji, Z., Rashed Mohassel, M. H., Nezami, A., Abaspoor, M., & Nasiri Mahallati, M. (2015). The effect of clodinafop on chlorophyll fluorescence parameters and Kautsky curve of wild oat (Avena ludoviciana). Journal of Plant Protection, 29 (1), 32-42.
15.Kaiser, Y. I., Menegat, A., & Gerhards, R. (2013). Chlorophyll fluorescence imaging: a new method for rapid detection of herbicide resistance in A lopecurus myosuroides. Weed Research, 53 (6), 399-406.
16.Abbaspoor, M., & Streibig, J. C. (2007). Monitoring the efficacy and metabolism of phenylcarbamates in sugar beet and black nightshade by chlorophyll fluorescence parameters. Pest Management Science: formerly Pesticide Science, 63 (6), 576-585.
17.Park, B., Wi, S., Chung, H., & Lee, H. (2024). Chlorophyll fluorescence imaging for environmental stress diagnosis in crops. Sensors, 24 (5), 1442.
18.Stirbet, A. (2011). On the relation between the Kautsky effect (chlorophyll a fluorescence induction) and photosystem II: basics and applications of the OJIP fluorescence transient. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 104 (1-2), 236-257.
19.Cobb A. H., & Reade J. P. H. (2011). Herbicides and Plant Physiology. Wiley-Blackwell; 2nd edition. United Kingdom, West Sussex.
20.Battaglino, B., Grinzato, A., & Pagliano, C. (2021). Binding properties of photosynthetic herbicides with the QB site of the D1 protein in plant photosystem II: a combined functional and molecular docking study. Plants, 10 (8), 1501.
21.Hiraki, M., van Rensen, J. J., Vredenberg, W. J., & Wakabayashi, K. (2003). Characterization of the alterations of the chlorophyll a fluorescence induction curve after addition of photosystem II inhibiting herbicides. Photosynthesis research, 78, 35-46.
22.Rea, G., Polticelli, F., Antonacci, A., Scognamiglio, V., Katiyar, P., Kulkarni, S. A., & Giardi, M. T. (2009). Structure‐based design of novel Chlamydomonas reinhardtii D1‐D2 photosynthetic proteins for herbicide monitoring. Protein Science, 18 (10), 2139-2151.
23.Takano, H. K., Benko, Z. L., Zielinski, M. M., Hamza, A., Kalnmals, C. A., Roth, J. J., Bravo-Altamirano, K., Siddall, T., Satchivi, N., Church, J. B., & Riar, D. S. (2023). Discovery and Mode-of-Action Characterization of a New Class of Acetolactate Synthase-Inhibiting Herbicides. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 71 (47), 18227-18238.
24.Aguiar, A. S., Costa, R. F., Borges, L. L., Dias, L. D., Camargo, A. J., & Napolitano, H. B. (2023). Molecular basis of two pyrimidine-sulfonylurea herbicides: from supramolecular arrangement to acetolactate synthase inhibition. Journal of Molecular Modeling, 29 (8), 241.
25.Zhao, X., Xie, Q., Song, B., Riaz, M., Lal, M. K., Wang, L., Lin, X., & Huo, J. (2024). Research on phytotoxicity assessment and photosynthetic characteristics of nicosulfuron residues on Beta vulgaris L. Journal of Environmental Management, 353, 120159.
26.Zhou, Q., Liu, W., Zhang, Y., & Liu, K. K. (2007). Action mechanisms of acetolactate synthase-inhibiting herbicides. Pesticide Biochemistry and Physiology, 89 (2), 89-96.
27.Avarseji, Z., & Mohammadvand, E. (2018). Studying the effect of mesosulfuron methyl+ iodosulfuron methyl on chlorophyll fluorescence parameters of Phalaris minor. Plant Productions, 41 (3), 63-72. | ||
آمار تعداد مشاهده مقاله: 248 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 72 |