
تعداد نشریات | 13 |
تعداد شمارهها | 622 |
تعداد مقالات | 6,501 |
تعداد مشاهده مقاله | 8,616,745 |
تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 8,206,545 |
پیامد پسماند جامد کارخانه روغنکشی زیتون و باکتریهای سودوموناس بر قابلیت دسترسی فسفر و برخی ویژگیهای زیستی یک خاک آهکی | ||
مجله پژوهشهای حفاظت آب و خاک | ||
مقاله 8، دوره 26، شماره 2، خرداد و تیر 1398، صفحه 157-175 اصل مقاله (769.25 K) | ||
نوع مقاله: مقاله کامل علمی پژوهشی | ||
شناسه دیجیتال (DOI): 10.22069/jwsc.2019.15690.3087 | ||
نویسندگان | ||
مهشید ماه صفت؛ نسرین قربان زاده* ؛ محمد باقر فرهنگی؛ مریم خلیلی راد | ||
علوم و مهندسی خاک، دانشکده کشاورزی، دانشگاه گیلان، رشت، ایران | ||
چکیده | ||
سابقه و هدف: ضایعات صنعتی- کشاورزی حاصل از فرایندهای روغنکشی زیتون، یک مشکل عمده زیستمحیطی برای بسیاری از کشورهای تولید کننده زیتون محسوب میشود. استفاده از این پسماندهای آلی مانند پسماند جامد زیتون میتواند برای بهبود شرایط خاک مفید باشد. فسفر عنصری ضروری پرمصرف برای رشد گیاه محسوب می-شود. باکتریهای حل کننده فسفر برای انحلال فسفر از منابع نامحلول دارای اهمیت هستند. با توجه به تولید حجم زیاد پسماند جامد در کارخانههای روغنکشی زیتون به ویژه در استان گیلان و از سویی نیاز روزافزون به کودهای فسفر در کشاورزی، این پژوهش با هدف افزایش فسفر قابل دسترس پسماند جامد زیتون در حضور باکتریهای سودوموناس حل کننده فسفر انجام شد. مواد و روش: پسماند جامد از کارخانه روغنکشی (رودبار استان گیلان) تهیه شد. خاک لومی از لوشان از عمق 30-0 سانتیمتری نمونهبرداری شد. سودموناس بومی با توان انحلال فسفر بر روی محیط کشت اسپربر حاوی فسفر نامحلول، جداسازی و شاخص انحلال فسفر اندازهگیری شد. تیمارها شامل سه سطح پسماند جامد صفر (W0)، دو (W2) و چهار (W4) درصد و سه سطح باکتری شامل بدون باکتری (Pn)، سودوموناس بومی (Pi) و سودوموناس چائو به عنوان باکتری شاخص (Pch) در 11 زمان نمونهبرداری بودند. نمونههای خاک با سطوح مختلف پسماند جامد مخلوط و با باکتریها (106 سلول/گرم) تلقیح شدند و سپس در دمای 28 درجه سلسیوس و رطوبت 70 درصد گنجایش مزرعهای نگهداری شدند. نمونهبرداری در زمانهای صفر، 2، 7، 14، 28، 42، 56، 86، 116، 146 و 176 روز انجام شد. pH، کربن آلی، تنفس پایه، کربن زیست توده میکروبی، فسفر قابل دسترس و فعالیت آنزیم فسفاتاز در نمونههای خاک اندازهگیری شد. آزمایش در قالب طرح کاملاً تصادفی با آرایش فاکتوریل و در سه تکرار انجام شد. مقایسه میانگین دادهها با آزمون دانکن (p≤ 0.05) و تحلیل دادهها با نرمافزار SAS صورت گرفت. یافتهها: پیامد تغییرات پسماند، باکتری و زمان و برهمکنش آنها بر ویژگیهای مورد مطالعه معنادار (p≤ 0.01) بود. مقایسه میانگین پیامد برهمکنش سطوح مختلف پسماند و باکتری نشان داد که با افزایش مقدار پسماند و فعالیت باکتری pH خاک کاهش یافت. بیشترین تنفس در تیمار پسماند 4 درصد و باکتری سودوموناس شاخص (W4Pch) مشاهده شد. با افزایش سطوح پسماند مقدار کربن آلی خاک نیز افزایش یافت و در تیمار W4Pch به 1/3 % رسید. بیشترین مقدار کربن زیست توده در تیمارهای دریافت کننده پسماند مشاهده شد. بیشترین فسفر قابل دسترس در تیمار پسماند ۴ درصد و باکتری سودوموناس بومی (W4Pi) (1/99 میلیگرم بر کیلوگرم) و کمترین مقدار در تیمار بدون پسماند و بدون باکتری (W0Pn) مشاهده شد. فعالیت آنزیم فسفاتاز نیز با افزایش سطوح پسماند در تیمارهای دارای باکتریهای سودوموناس افزایش یافت. نتایج پیامد برهمکنش پسماند در زمان نشان دهنده یک افزایش سریع و موقت در تنفس پایه در پاسخ به سطوح پسماند بود. نتیجهگیری: تغییرات معناداری در تنفس پایه، کربن زیست توده و کربن آلی در خاکهایی که پسماند جامد را دریافت کرده بودند در مقایسه با خاک شاهد مشاهده شد. افزودن این پسماند همراه با باکتریهای حل کننده فسفر سبب افزایش فعالیت آنزیم فسفاتاز (شاخصی از فعالیت میکروبی و معدنی شدن فسفر) در خاک شد. کاربرد تیمار باکتری به همراه پسماند جامد راهکاری است که علاوه بر بهبود ویژگیهای زیستی خاک میتواند به افزایش قابلیت دسترسی به فسفر، کاهش مصرف کودهای فسفر و مدیریت پایدار این نوع از پسماندهای جامد منجر شود. | ||
کلیدواژهها | ||
باکتریهای حل کننده فسفر؛ تنفس؛ فسفاتاز؛ کربن آلی | ||
مراجع | ||
1.Acosta‐Martínez, V., Klose, S., and Zobeck, T.M. 2003. Enzyme activities in semiarid soils under conservation reserve program, native rangeland, and cropland. J. Plant Nutr. Soil Sci. 166: 699-707. 2.Anderson, T.H., and Domsch, K.H. 1993. The metabolic quotient from CO2 (qCO2) as a specific activity parameter to assess the effects of environmental conditions, such as pH, on the microbial biomass of forest soils. Soil Biology and Biochemistry. 25: 393-395. 3.Chaiharn, M., and Lumyong, S. 2009. Phosphate solubilization potential and stress tolerance of rhizobacteria from rice soil in Nothern Thailand. World J. Microbiol. Biotechnol. 25: 305-314. 4.Criquet, S., and Braud, A. 2008. Effects of organic and mineral amendments on available P and phosphatase activities in a degraded Mediterranean soil under short-term incubation experiment. Soil Till. Res. 98: 164-174. 5.Das, K., and Mukherjee, A.K. 2007. Crude petroleum-oil biodegradation efficiency of Bacillus subtillis and Pseudomonas aeruginosa strains isolated from a petroleum-oil contaminated soil from North-East India. Bioresource Technology. 98: 1339-1345. 6.Davis, J.G., and Wilson, C.R. 2005. Choosing a soil amendment, Clorado. 7.Del Buono, D., Said-Pullicino, D., Proietti, P., Nasini, L., and Gigliotti, G. 2011. Utilization of olive husks as plant growing substrates: phytotoxicity and plant biochemical responses. Compost Science and Utilization. 19: 52-60. 8.Dermeche, S., Nadour, M., Larroche, C., Moulti-Mati, F., and Michaud, P. 2013. Olive mill wastes: biochemical characterizations and valorization strategies. Process Biochemistry. 48: 1532-1552. 9.Dick, R.P. 1994. Soil enzyme activities as indicators of soil quality. P 107-124. In: Doran, J.W., Coleman, D.C., Bezdicek, D.F. and Stewart, K. (eds.) Defining Soil Quality for a Sustainable Environment. Special Publication, Soil Science Society of America, Madison, Wisconsin. 10.Dodor, D.E., and Tabatabai, M.A. 2003. Effect of cropping systems on phosphatases in soils. J. Plant Nutr. Soil Sci. 166: 7-13. 11.Ehlers, K., Bakken, L.R., Frostegård, A., Frossard, E., and Bünemann, E.K. 2010. Phosphorus limitation in a Ferralsol: impact on microbial activity and cell internal P pools. Soil Biology and Biochemistry. 42: 558-566. 12.Fernandes, S.A.P., Bettiol, W., and Cerri, C.C. 2005. Effect of sewage sludge on microbial biomass, basal respiration, metabolic quotient and soil enzymatic activity. Applied Soil Ecology. 30: 65-77. 13.Gregorich, E.G., Carter, M.R., Doran, J.W., Dankhyrst, C.E., and Dwyer, L.M. 1997. Biological attributes of soil quality. P 28: 81-104. In: E.G. Gregorich and M.R. Catrer (Ed.), Soil Quality for Crop Production and Ecosystem Health. Developments in Soil Science. 14.Gyaneshwar, P., Kumar, G.N., Parekh, L.J., and Poole, P.S. 2002. The role of soil microorganisms in improving P nutrition of plants. Plant and Soil. 245: 83-93. 15.Ilay, R., Kavdir, Y., and Sümer, A. 2013. The effect of olive oil solid waste application on soil properties and growth of sunflower (Helianthus annuus L.) and bean (Phaseolus vulgaris L.). International Biodeterioration and Biodegradation. 85: 254-259. 16.IMPEL. 2003. IMPEL Olive Oil Project Report. European Union Network for the implementation and enforcement of Environmental Law. Available from: <http://europa.eu.int/comm/environment / impel/olive-oil-project.htm>. 17.Jarboui, R., Sellami, F., Kharroubi, A., Gharsallah, N., and Ammar, E. 2008. Olive mill wastewater stabilization in open air ponds: impact on clay-sandy soil. Bioresource Technology. 99: 7699-7708. 18.Jenkinson, D.S., and Ladd, J.N. 1981. Microbial biomass in soil measurement and turnover, In: Paul E.A., and Ladd J.N. (Eds)”, Soil Biochemistry, Pp: 415-471. 19.Jia, B.R., Zhou, G.S., Wang, Y.H., Yang, W.P., and Zhou, L. 2005. Partitioning root and microbial contributions to soil respiration in Leymus chinensis population, Soil Biology and Biochemistry. 38: 4. 653-660. 20.King, E.O., Ward, M.K., and Raney, D.E. 1954. Two simple media for the demonstration of pyocyanin and fluorescin. J. Lab. Clinic. Med. 44: 301-307. 21.Kirsten, S.H., Donald, R.Z., Kelly, K.M., and Julie, D.J. 2011. Changes in forest soil organic matter pools after a decade of elevated CO2 and O3, Soil Biology and Biochemistry. 43: 7. 1518-1527. 22.Kujur, M., Gartia, S.K., and Patel, A.K. 2012. Quantifying the contribution of different soil properties on enzyme activities in dry tropical ecosystems. ARPN J. Agric. Biol. Sci. 7: 763-772. 23.Kuo, S. 1996. Phosphorus. In: D.L. Sparks et al. (Ed.), Methods of soil analysis. (Part 3) Chemical methods. (pp. 869-920). Soil Science Society of America, Madison, WI. 24.Latique, S., and Candidate, D. 2013. Seaweed liquid fertilizer effect on physiological and biochemical parameters of bean plant (Phaesolus vulgaris variety paulista) under hydroponic system. Europ. Sci. J. 9: 30. 174-191. 25.Ling, N., Zhu, C., Xue, C., Chen, H., Duan, Y., Peng, C., Guo, S., and Shen, Q. 2016. Insight into how organic amendments can shape the soil microbiome in long-term field experiments as revealed by network analysis. Soil Biology and Biochemistry. 99: 137-149. 26.Lo´pez-Pin ˜eiro, A., Albarra´n, A., Cabrera, D., Pen˜a, D., and Rato Nunes, J.M. 2011. De-Oiled two-phase olive mill waste application impact on phosphorus sorption and fractionation in a mediterranean soil under olive production. Soil Science. 176: 22-32. 27.Manzoni, S., Taylor, P., Richter, A., Porporato, A., and Agren, G.I. 2012. Environmental and stoichiometric controls on microbial carbon-use efficiency in soils. New Phytologist. 196: 1. 79-91. نشریه پژوهشهای حفاظت آب و خاک جلد ) ،(26شماره )1398 (2 172 28.Miller, S.H., Browne, P., PrigentCambaret, C., Combes-Meynet, E., Morrissey, J.P., and O’Gara, F. 2010. Biochemical and genomic comparison of inorganic phosphate solubilisation in Pseudomonas species. Environmental Microbiology Reports. 2: 403-411. 29.Nasini, L., Gigliotti, G., Alessandra Balduccini, M., Federici, E., Cenci, G., and Proietti, P. 2013. Effect of solid olive-mill waste amendment on soil fertility and olive (Olea europaea L.) tree activity. Agriculture. Ecosystems and Environment. 164: 292-297. 30.Navarro, A.F., Cegarra, J., Roig, A., and Garcia, D. 1993. Relationships between organic matter and carbon contents of organic wastes. Bioresource Technology. 44: 3. 203-207. 31.Olsen, S.R., Cole, C.V., Watanabe, F.S., and Dean, L.A. 1954. Estimation of Available Phosphorus in Soils by Extraction with Sodium Bicarbonate. Washington, DC: U. S. Department of Agriculture. 939. 32.Palm, C.A., Gachengo, C.N., Delve, R.J., Cadisch, G., and Giller, K.E. 2001. Organic inputs for soil fertility management in tropical agroecosystems: application of an organic resource database. Agriculture, Ecosystems and Environment, 83: 27-42. 33.Regni, L., Nasini, L., Ilarioni, L., Brunori, A., Massaccesi, L., Agnelli, A., and Proietti, P. 2017. Long term amendment with fresh and composted solid olive mill waste on olive grove affects carbon sequestration by prunings, fruits and soil. Frontiers in Plant Science. 7: 1-9. 34.Roig, A., Cayuela, M.L., and Sa´nchezMonedero, M.A. 2006. An overview on olive mill wastes and their valorisation methods. Waste Management. 26: 960-969. 35.Russell, R.S., Rickson, J.B., and Adams, S.N. 1954. Isotope equilibria between phosphate in soil and their significance in the assessment of fertility by trace method. J. Soil Sci. 5: 85-105. 36.Ryan, J., Estefan, G., and Rashid, R. 2001. Soil and Plant Analysis Laboratory Manual. Second Edition. Available from ICARDA, Aleppo, Syria, 172p. 37.Sampedro, I., Giubilei, M., Cajthaml, T., Federici, E., Federici, F., Petruccioli, M., and D’annibale, A. 2009. Short-term impact of dry olive mill residue addition to soil on the resident microbiota. Bioresource Technology. 100: 6098-6106. 38.Schaad, N.W., Jones, J.B., and Chum, W. 2001. Laboratory Guide for Identification of Plant Pathogenic Bacteria. 3rd Ed. APS Press, St. Paul, MN, USA. 39.Sierra, J., Marti, E., Montserrat, G., Cruanas, R., and Garau, M.A. 2001. Characterisation and evolution of a soil affected by olive oil mill wastewater disposal. The Science of the Total Environment. 279: 207-214. 40.Sparks, D.L. 1996. Methods of Soil Analysis Part 3 Chemical Methods. Soil Science Society of America, American Society of Agronomy, Madison. 41.Sperber, J.I. 1958. The incidence of apatite-solubilizing organisms in the rhizosphere and soil. Austr. J. Agric. Res. 9: 778-781. 42.Sundra, B., Natarajam, V., and Hari, K. 2002. Influence of phosphorus solubilizing bacteria on the changes in soil available phosphorus and sugarcane and sugar yields. Field Crops Research. 77: 43-49. 43.Susilowati, L.E., and Syekhfani, M. 2014. Characterization of phosphate solubilizing bacteria isolated from Pb contaminated soils and their potential for dissolving tricalcium phosphate. J. Deg. Min. Land Manage. 1: 57-62. 44.Tabatabai, M.A. 1982. Soil enzymes Methods of soil analysis. Part 2. American Society of Agronomy, Madison, WI, USA. Pp: 539-579. 45.Toscano, P., Casacchia, T., Diacono, M., and Montemurro, F. 2013. Composted olive mill by-products: compost characterization and application on olive orchards. J. Agric. Sci. Technol. 15: 627-638. 46.Tu, C., Rustaino, J.B., and Hu, S. 2006. Soil microbial biomass and activity in organic tomato farming systems: effects of organic inputs and straw mulching. Soil Biology and Biochemistry. 38: 247-255. 47.Vassilev, N., Vassileva, M., Bravo, V., Fern´andez-Serrano, M., and Nikolaeva, I. 2007. Simultaneous phytase production and rock phosphate solubilization by Aspergillus niger grown on dry olive wastes. Industrial Crops and Products. 26: 332-336. 48.Wang, Q., Xiao, F., He, T., and Wang, S. 2013. Responses of labile soil organic carbon and enzyme activity in mineral soils to forest conversion in the subtropics. Annals of Forest Science. 70: 579-587. 49.Zhang, L., Ding, X., Chen, S., He, X., Zhang, F., and Feng, G. 2014. Reducing carbon: phosphorus ratio can enhance microbial phytin mineralization and lessen competition with maize for phosphorus. J. Plant Interact. 9: 1. 850-856. | ||
آمار تعداد مشاهده مقاله: 1,388 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 343 |